Scuola di Farmacia e Nutraceutica

Università Magna Graecia di Catanzaro

C.I. CELLULE STAMINALI, MODELLI ANIMALI ED IMAGING MOLECOLARE E CELLULARE

CdLM Biotecnologie Mediche, Veterinarie e Farmaceutiche

Il Corso si propone di offrire allo studente una visione di insieme sui principali organismi modello utilizzati nella ricerca scientifica, sottolineando l’importanza, l’utilizzo e i limiti nell’uso degli stessi, di fornire le nozioni sui processi molecolari alla base della produzione, mantenimento e differenziamento di cellule staminali, fornire le nozioni relative alle metodologie che vengono usate in laboratorio per lo studio e l’espansione delle cellule staminali. Verranno forniti esempi dell'applicazione di queste metodologie per la creazione di sistemi modello in vitro di diverse patologie umane e in medicina rigenerativa, le principali tecniche di Imaging molecolare utilizzate in campo biomedico sia a scopi di ricerca che nella pratica clinica. Le tecnihce presentate sono: i) microscopia di fluorescenza; ii) tomografia computerizzata (CT); iii) risonanza magnetica nucleare (MRI); iv) tomografia a emissione di positroni (PET). Il corso si propone inoltre di fornire le nozioni sui processi molecolari alla base della produzione, mantenimento e differenziamento di cellule staminali. Il corso intende inoltre fornire le nozioni relative all metodologie che vengono usate in laboratorio per lo studio e l’espansione delle cellule staminali. Verranno forniti esempi dell'applicazione di queste metodologie per la creazione di sistemi modello in vitro di diverse patologie umane e in medicina rigenerativa, offrire allo studente una visione di insieme sui principali organismi modello utilizzati nella ricerca scientifica, sottolineando l’importanza, l’utilizzo e i limiti nell’uso degli stessi.

Modulo e/o Codocenza Docente CFU
BIOLOGIA MOLECOLARE Giovanni Cuda 2
PATOLOGIA GENERALE Francesco Trapasso 2
FISICA SPERIMENTALE Patrizio Candeloro 1
BIOLOGIA APPLICATA Flavia Biamonte 1
BIOLOGIA APPLICATA Giuseppe Fiume 1
Docente:
Francesco Trapasso
trapasso@unicz.it
09613694089 / 3316718267
Edificio Edificio delle Bioscienze Stanza: 10 – 7° livello
Tutti i giorni della settimana (previo appuntamento)

SSD:
BIO/11 - MED/04 - FIS/07 - BIO/13 - BIO/13

CFU:
7

Scuola di Farmacia e Nutraceutica - Data stampa: 02/10/2022

Obiettivi del Corso e Risultati di apprendimento attesi

Il Corso si propone l’obiettivo di indirizzare alla comprensione e al vantaggio dell’uso di uno specifico modello di studio nell’ambito di un’ampia progettualità scientifica, l’acquisizione di nozioni riguardanti le cellule staminali, le tecniche di laboratorio disponibili per il loro studio, il loro impiego attuale in campo medico le e loro potenzialità future. Pertanto, al termine del corso lo studente dovrà essere in grado di descrivere le caratteristiche biologiche e funzionali delle cellule staminali, discuterne le applicazioni nella ricerca e in campo medico. Conoscerà i principi fisici, i vantaggi e le principali problematiche delle tecniche di imaging molecolare illustrate durante le lezioni frontali (riportate al punto precedente). Le tecniche illustrate permettono di presentare e/o analizzare concetti comuni a quasi tutte le tecniche di imaging molecolare, come il labelling, la ricerca e la scelta di biomarcatori, la ricostruzione di immagini 3D a partire dalle sezioni 2D, la combinazione e integrazione di diverse tecniche, l’acquisizione di nozioni riguardanti le cellule staminali, le tecniche di laboratorio disponibili per il loro studio, il loro impiego attuale in campo medico le e loro potenzialità future.  Pertanto, al termine del corso lo studente dovrà essere in grado di descrivere le caratteristiche biologiche e funzionali delle cellule staminali, discuterne le applicazioni nella ricerca e in campo medico, di indirizzare alla comprensione e al vantaggio dell’uso di uno specifico modello di studio nell’ambito di un’ampia progettualità scientifica.

  


Programma

Programma modulo di Patologia Generale:

Definizione di organismo modello

Utilità degli organismi modello nella ricerca scientifica

Filogenesi e correlazione genetica tra organismi

Caratteristiche, applicazioni e limiti dei seguenti organismi modello:

-Escherichia coli

-batteriofagi

-Saccharomyces cerevisiae

-Schizosaccharomyces pombe

-Caenorhabditis elegans

-Drosophila melanogaster

-Danio rerio (zebrafish)

-Mus musculus

-Rattus norvegicus

-primati non umani

Principali approcci per la ingegnerizzazione di modelli animali:

-generazione di animali transgenici

-generazione di modelli knock-out/in mediante ricombinazione omologa

-modelli condizionali

-espressione tessuto-specifica di transgeni

-CRISPR/Cas9 system

Implicazioni etiche sull’uso degli organismi animali


Programma modulo di Fisica sperimentale: 

1. Microscopia di Fluorescenza:

1.1. Onde elettromagnetiche, rifrazione, lenti convergenti

1.2. Diffrazione, limite di diffrazione, risoluzione ottica

1.3. Microscopio e suoi componenti principali

1.4. Fenomeno di fluorescenza e diagrammi di Jablonski

1.5. Fluorofori, filtri e specchi dicroici

1.6. Microscopia confocale

1.7. Principio fisico della Fluorescence Resonance Energy Transfer (FRET)

1.8. Applicazioni della tecnica FRET

2. Tomografia computerizzata (CT)

2.1. Tomografia assiale

2.2. Tomografia a spirale

2.3. Ricostruzione di immagini: sinogramma e trasformata di Radon

3. Risonanza magnetica nucleare (NMR e MRI)

3.1. Equivalenza di Ampere e momento magnetico nucleare

3.2. Precessione di Larmor ed effetto Zeeman

3.3. Risonanza magnetica e transizione indotta da radiofreqeunza

3.4. Precessione coerente e incoerente

3.5. Meccanismo di misura nella Magnetic Resonance

3.6. Magnetic Resonance Spectroscopy

3.7. Magnetic Resonance Imaging:

3.7.1. Selezione della sezione misurata

3.7.2. Schema di uno scanner MRI

3.7.3. Segnale di Proton density

3.7.4. Tempi di rilassamento T1 e T2

3.7.5. Tecnica di misura “Spin-Echo”

3.7.6. Esempi di imaging mediante Proton Density, tempo T1 e tempo T2

3.7.7. Angiografia mediante Magnetic Resonance

4. Tomografia a emissione di positroni (PET)

4.1. Scanner per PET

4.2. Schema dei passaggi per realizzare PET

4.3. Principio fisico della PET

4.4. Concetti di base su radioisotopi e decadimento beta-positivo

4.5. Coincidence detection

4.6. Correzione dei segnali Scatter e Random

4.7. Attenuazione del segnale PET e correzione di attenuazione

4.8. Combinazione di PET e Computed Tomography (PET/CT)

4.9. Principali applicazioni di PET e PET/CT

4.10.Combinazione di PET e Magnetic Resonance Imaging (PET/MRI) 


Programma Modulo di Biologia Molecolare: 

Cellule staminali: tipi di cellule staminali e loro caratteristiche

Nicchie di cellule staminali

Cellule staminali embrionali e cellule staminali pluripotenti indotte

Storia del reprogramming cellulare: nuclear transfer, cell fusion e direct reprogramming

Reprogramming mediante fattori di trascrizione e caratteristiche dei geni OCT4, KLF4, SOX2, C-MYC

Strategie di reprogramming

Caratterizzazione della pluripotenza in vivo e in vitro

Modificazioni epigenetiche delle cellule staminali pluripotenti e durante il reprogramming

Legislazione italiana uso cellule staminali

Applicazione  delle cellule staminali embrionali e indotte

Stati dinamici delle cellule staminali: pluripotenza naive e primed

Tecnologie applicate allo studio delle cellule staminali: PCR, Western blotting, Microarrays, Spettrometria di Massa ed Elettroforesi bidimensionale


Programma Modulo di Biologia Applicata: 

1. Cellule staminali: interazione tra metabolismo e genetica. 

2. Le cellule staminali nella ricerca di base e in medicina rigenerativa 

3. Cellule staminali tumorali: caratterizzazione biologica e funzionale, signalling e circuiti regolativi. 

4. Tecniche di biologia cellulare e molecolare per lo studio delle cellule staminali: analisi dell’espressione genica e proteica mediante metodiche di high-throughput, di citofluorimetria e di imaging. 

5. Organoidi: cosa sono, come si generano, usi e applicazioni. 

6. Le cellule staminali ematopoietiche

7. Discussione dell’articolo “Advances in Pluripotent Stem Cells: History, Mechanisms, Technologies, and Applications.” di Liu G., et al., Stem Cell Rev Rep. 2019 Nov 23.

8. Discussione dell’articolo “Do haematopoietic stem cells age?” di Dorshkind K., et al., Nat Rev Immunol. 2019 Nov 18.




Impegno orario complessivamente richiesto allo studente

56 ore di didattica frontale e 119 ore di studio individuale.

Metodi insegnamento

Lezioni frontali, problem solving, esercitazioni

Risorse per l'apprendimento

Testi di studio consigliati modulo di Patologia generale: 

Considerando l’assenza di manuali facilmente fruibili per la trattazione degli argomenti riportati nel programma di studio, il docente raccomanda la frequenza, incoraggia alla discussione e fornisce indicazioni sull’uso di links informatici utili per la preparazione (es., https://www.jax.org; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/).

Testi di studio consigliati modulo di Fisica sperimentale:

Molecular Imaging I e II Autori: Semmler-Schwaiger Editore: Springer

Altro materiale didattico

Diapositive presenti sulla piattaforma elearning dell’Università di Catanzaro: http://elearning.unicz.it/ 


Testi di studio consigliati modulo di Biologia Molecolare:

In considerazione della rapidità con cui evolve la conoscenza e lo studio delle cellule staminali, si raccomanda lo studio di articoli scientifici e reviews sull’argomento, nonché delle diapositive messe a disposizione per gli studenti.

Altro materiale didattico

Diapositive presenti sulla piattaforma Google Drive (richiedere accesso al docente)


Testi di studio consigliati modulo di Biologia Applicata:

Articoli scientifici consultabili online e diapositive fornite dal docente 


Attività di supporto

Non prevista

Modalità di frequenza

La frequenza al corso non è obbligatoria

Modalità di accertamento

L'esame si svolgerà in forma orale